Thèse Rôle et Modulation Pharmacologique d'Un Nouveau Régulateur de l'Adaptation Métabolique Mitochondriale dans le Muscle Squelettique au Cours des Maladies Métaboliques et du Vieillissement H/F - Doctorat.Gouv.Fr

Établissement : Université de Toulouse École doctorale : BSB - Biologie, Santé, Biotechnologies Laboratoire de recherche : I2MC - Institut des Maladies Métaboliques et Cardiovasculaires Direction de la thèse : Laurent MARTINEZ ORCID 0000000209853152 Début de la thèse : 2027-09-01 Date limite de candidature : 2026-11-23T23:59:59 Le muscle squelettique est un déterminant majeur du métabolisme énergétique de l'organisme, contribuant à la captation du glucose stimulée par l'insuline et à la dépense énergétique. Son adaptation au stress métabolique repose sur la phosphorylation oxydative mitochondriale (OXPHOS) et sur la flexibilité d'oxydation des lipides et des glucides. L'altération de ces processus est étroitement associée à la résistance à l'insuline et au déclin de la fonction musculaire observé avec le vieillissement, l'obésité et la sarcopénie [1-4].
L'ATPase Inhibitory Factor 1 (IF1), inhibiteur endogène de l'ATP synthase mitochondriale codé par le génome nucléaire, a longtemps été considéré comme un simple frein à l'activité hydrolytique de l'ATP synthase [5].
Des travaux récents, notamment les nôtres, ont révélé un rôle plus large de l'IF1 dans la régulation de la bioénergétique mitochondriale : en limitant la synthèse d'ATP, IF1 induit une hyperpolarisation mitochondriale et réoriente le métabolisme vers la glycolyse aérobie, avec des conséquences sur les espèces réactives de l'oxygène, la production de lactate et l'oxydation des acides gras [5]. Dans le tissu adipeux brun, notre collaborateur Pr Alexander Bartelt (Technical University of Munich) a montré que la diminution physiologique d'IF1 maintient le potentiel de membrane mitochondrial lors de l'adaptation au froid, soulignant une régulation dépendante du tissu et du contexte [6]. Bien que l'IF1 soit exprimé dans le muscle squelettique et que sa surexpression chronique chez la souris entraîne une transition du type de fibres, un stress oxydatif et des anomalies structurales [7], son rôle physiologique dans la santé et les maladies musculaires et dans l'utilisation des substrats reste largement inconnu.
Notre laboratoire a également été le premier à détecter IF1 dans le plasma humain [8-11] et à l'identifier comme une myokine putative agissant notamment par inhibition de l'ATP synthase ectopique de la membrane plasmique, impliquée dans le métabolisme hépatique des HDL et l'athérogenèse [12]. Les concentrations circulantes d'IF1 augmentent pendant l'exercice chez la souris et l'humain, suggérant que l'IF1 d'origine musculaire pourrait relier l'activité mitochondriale locale à la signalisation métabolique systémique et constituer un biomarqueur de la capacité mitochondriale musculaire [13, 14]. Notre laboratoire a en outre développé un inhibiteur pharmacologique de l'IF1 (IF1inh), conçu par modélisation moléculaire et ciblage mitochondrial, ouvrant des perspectives thérapeutiques.
Ce projet de doctorat, co-encadré par le Dr Laurent Martinez (Université de Toulouse, I2MC) et le Pr Alexander Bartelt (Technical University of Munich) dans le cadre du programme BEST, vise à déterminer comment l'ajustement de l'activité de l'ATP synthase par IF1 régule l'intégrité des myocytes, la dynamique mitochondriale et la flexibilité métabolique, et à évaluer son potentiel thérapeutique.
Deux objectifs cellulaires seront poursuivis.
Objectif 1 : déterminer l'impact des manipulations génétiques et pharmacologiques d'IF1 sur la différenciation des myoblastes, la fonction des myotubes et leur bioénergétique.
Objectif 2 : caractériser la régulation de la sécrétion d'IF1 par les myotubes dans des conditions mimant l'exercice, afin d'établir IF1 comme myokine et d'évaluer sa pertinence pour la performance musculaire.
Ce projet permettra de clarifier le rôle mécanistique et translationnel d'IF1 dans la physiologie du muscle squelettique, de définir le potentiel thérapeutique de son ciblage pharmacologique dans les dysfonctionnements musculaires métaboliques et liés au vieillissement, et d'explorer son utilisation comme biomarqueur circulant de la santé mitochondriale musculaire. Plus largement, il contribuera à mieux comprendre la régulation de l'ATP synthase comme acteur central de l'adaptation métabolique mitochondriale et systémique. Skeletal muscle is a major regulator of whole-body energy metabolism and relies on mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) and metabolic flexibility to adapt to changes in energetic demand. Impaired mitochondrial function and substrate utilization are closely associated with ***** resistance, obesity, sarcopenia, and age-related muscle dysfunction [1-4]. Identifying regulators that control mitochondrial adaptation in skeletal muscle is therefore of major physiological and therapeutic interest.
The ATPase Inhibitory Factor 1 (IF1) is an endogenous regulator of mitochondrial ATP synthase traditionally recognized for inhibiting ATP hydrolysis [5]. Recent work, including our own (Martinez Lab), indicates that IF1 has broader effects on mitochondrial bioenergetics, including mitochondrial membrane potential, reactive oxygen species production, glycolytic activity, and fatty-acid oxidation [5]. However, despite its expression in skeletal muscle and evidence that altered IF1 levels can affect muscle fiber properties [7], its physiological role in muscle metabolism and adaptation remains poorly understood. Work from Prof. Alexander Bartelt's group (Technical University of Munich) further demonstrates that IF1 regulation contributes to mitochondrial adaptation in brown adipose tissue, highlighting its context-dependent role in energy metabolism [6]. The development of a first-in-class pharmacological IF1 inhibitor (IF1inh) by our team provides an opportunity to directly investigate this pathway and its therapeutic potential.
IF1 may also act beyond the mitochondria. Our laboratory identified IF1 in human plasma [8-11] and showed that circulating IF1 increases following exercise in mice and humans [13, 14]. These findings suggest that muscle-derived IF1 could function as a myokine linking mitochondrial activity to systemic metabolic adaptation and may have potential as a circulating biomarker of muscle mitochondrial health.
The present project will therefore determine how genetic and pharmacological modulation of IF1 affects skeletal muscle differentiation, mitochondrial bioenergetics, and metabolic flexibility, while also investigating the regulation of IF1 secretion under exercise-mimicking conditions. This work will clarify the role of IF1 in skeletal muscle physiology and assess its potential as both a therapeutic target and biomarker in metabolic and age-related muscle dysfunction. This thesis project aims to explore how fine-tuning of mitochondrial ATP synthase activity by IF1 might be crucial for myocyte integrity, mitochondrial dynamics, and proper substrate utilization.
Focus on cellular work, we will address the following 2 synergistic, yet independent aims:
Aim 1) Determine the mechanistic impact of genetic and pharmacological manipulation of IF1 on myoblast differentiation, myotube function, and bioenergetics.
Aim 2) Characterize the regulation of IF1 secretion from myotubes under exercise-mimicking conditions, to establish IF1 as a potential myokine and determinant of skeletal muscle physical performance.
Together, these aims will define the therapeutic potential of IF1 manipulation for the treatment of muscle dysfunction and will undercover IF1 as a myokine, with a perspective to be further explore as a plasma biomarker of muscle function or adaptation. More broadly, clarifying the physiological role of IF1 in skeletal muscle will provide new insights into the fundamental regulation of mitochondrial biology, which is essential for enhanced muscle performance and systemic energy balance. Aim 1: Determine the mechanistic role of IF1 in myocyte differentiation, function, and bioenergetics
In this Aim, cellular models and cellular phenotyping of myotubes, including bioenergetic analyses, will be developed in the Bartelt Lab during the doctoral student's 12-month stay in Germany.
The role of IF1 will be investigated in mouse and human skeletal muscle models, including C2C12, LHCN-M2, and primary myotubes from healthy donors. IF1 expression/activity will be manipulated by lentiviral overexpression of wild-type IF1 or the constitutively active IF1-H49K mutant, and by CRISPR/Cas9-mediated IF1 knockdown. Myogenic differentiation will be assessed by fusion index and expression of key myogenic markers. Mature myotubes will be subjected to electrical pulse stimulation (EPS) to model acute and repeated muscle contraction.
Mitochondrial function will be assessed using complementary bioenergetic approaches, including Seahorse respirometry to determine oxidative phosphorylation, glycolytic capacity, and mitochondrial substrate flexibility. ATP/ADP levels, mitochondrial membrane potential, and ATP synthase forward and reverse activities will be quantified using biochemical and flow-cytometric assays. Mitochondrial quality control will be assessed by measuring mitophagy, mitochondrial dynamics, and biogenesis markers. Key findings will be validated ex vivo using permeabilized muscle fibers, isolated mitochondria, and myotubes from IF1 knockout and wild-type mice, including measurements of respiration, ATP production, membrane potential, matrix pH, calcium handling, and ROS production.
The pharmacological role of IF1 will be examined by treating mouse and human myotubes with increasing concentrations of the IF1 inhibitor IF1inh for defined time periods. Effects on mitochondrial respiration, ATP synthase activity, substrate utilization, mitochondrial dynamics, and mitophagy will be evaluated using the approaches described above. Cytotoxicity and target specificity will be assessed using live-cell assays and IF1-deficient myotubes. If required, stable-isotope tracing will be used to determine how IF1 modulation alters substrate oxidation and metabolic fuel partitioning.

Aim 2: Characterize IF1 secretion from myotubes under exercise-mimicking conditions
This aim will be realized entirely in Martinez Lab
To investigate IF1 as a potential myokine, primary human myoblasts from healthy donors and participants of the MONA study, as well as C2C12 and LHCN-M2 cells, will be differentiated into myotubes. EPS will be used to mimic muscle contraction under normoxic and hypoxic conditions, representing different metabolic demands. Culture media and cells will be collected at defined time points to assess exercise-responsive signaling and IF1 regulation.
Secreted IF1 will be quantified by LC-MS/MS, while intracellular total and phosphorylated IF1 will be measured by LC-MS/MS and immunoblotting. AMPK phosphorylation will be assessed as a marker of exercise-induced signaling, and IF1 Ser39 phosphorylation, which represents an inactive form of IF1 with respect to its inhibitory action on ATP synthase [5], will be quantified to investigate its potential relationship with IF1 secretion and ATP synthase regulation. Comparisons between donors of different ages and metabolic status will determine whether IF1 secretion is influenced by individual metabolic characteristics.

Les candidats doivent être titulaires d'un Master (ou être en cours d'obtention de celui-ci), ou d'un diplôme universitaire officiellement reconnu comme équivalent à un Master européen (correspondant à 5 années d'études / 300 crédits ECTS).
Il n'y a aucune condition d'âge ou de nationalité, mais les candidats doivent respecter la « règle de mobilité » du programme MSCA : ils ne doivent pas avoir résidé, travaillé ou étudié en France pendant plus de 12 mois au cours des 36 mois précédant la date limite de candidature.

Compétences requises :
- Culture cellulaire
- Imagerie et immunohistologie
- Biologie moléculaire
- Biochimie
- Physiopathologie humaine
- Connaissances en signalisation cellulaire et en pharmacologie

Application link : https://edd-projets.utoulouse.fr/